“老师，我想做体内抗肿瘤药效评价，皮下成瘤和原位成瘤到底该选哪个？”
“为什么我的瘤子长得特别慢，是不是接种方式不对？”
“审稿人让我补一个原位模型，说皮下模型说服力不够，我该怎么办？”
这三个问题，本质上是同一个问题：你手里的肿瘤模型，是不是真的在回答你的科学问题？
今天，我们就以肿瘤体内移植模型为例，把“皮下成瘤”和“原位成瘤”这两个肿瘤“孵化场”讲清楚：它们分别是什么、各有什么优劣、什么时候选谁、最常见的失败原因怎么避开。
1、肿瘤模型的“孵化场”是什么
要研究肿瘤，第一步往往是把肿瘤细胞“移植”到实验动物体内，让它在活体环境里长成肿瘤。这个“移植—生长”的过程，就像给肿瘤找一个“孵化场”。
按接种位置，主流模型分两类：
皮下成瘤：把肿瘤细胞悬液（或组织块）注射、埋植到小鼠背部、腋下或腹股沟的皮下组织。位置表浅，肉眼可见，卡尺可量。
原位成瘤：通过外科手术，把肿瘤细胞或组织块植入到与肿瘤来源器官一致的位置——肝癌种进肝脏、乳腺癌种进乳腺脂肪垫、肺癌种进肺组织。
一句话排除：皮下成瘤不等于“随便找个地方种”，原位成瘤也不等于“越深越好”。它们最大的区别不是“深浅”，而是肿瘤生长的微环境像不像真实的临床场景。
图1
2、先选“种子”：肿瘤从哪来？
先按肿瘤来源分两大类：人源肿瘤和鼠源肿瘤。人源肿瘤必须跨物种移植到小鼠体内，叫异种移植（Xenograft）；鼠源肿瘤种回同品系小鼠，叫同系移植（Syngeneic）——严格来说同系不属于“异种”。两大类之下，无论人源还是鼠源，都可以用两种形式接种：细胞悬液（体外培养后注射）和组织块（直接移植肿瘤小块）。人源里前者叫 CDX、后者叫 PDX；鼠源里两种形式都常见。
① 人源肿瘤：异种移植，必须用免疫缺陷鼠。CDX 是把商品化细胞系种进小鼠，成瘤率高、周期短、成本低，是绝大多数药效实验的选择；PDX 是把患者肿瘤组织直接移植（一般切成 1~2mm³ 小块埋植），最大程度保留原发肿瘤的异质性和微环境，更贴近临床，但成瘤周期长、成本高，成瘤率因瘤种差异很大。
② 鼠源肿瘤：同系移植，用免疫健全的同系小鼠。把鼠源肿瘤细胞系种回同品系小鼠，免疫系统完整。最经典的组合有：C57BL/6 小鼠 + B16 黑色素瘤、MC38 结直肠癌、LLC 肺癌；BALB/c 小鼠 + CT26 结肠癌、4T1 乳腺癌。
三类模型的核心区别，关键在四点：① 肿瘤来源——CDX/PDX 来自人，同系模型来自小鼠；② 宿主——CDX/PDX 需要免疫缺陷鼠（裸鼠/NOD-SCID/NSG 等），同系模型用免疫健全鼠（C57BL/6、BALB/c 等），不需要免疫抑制；③ 免疫环境——同系模型免疫系统完整，能真实模拟肿瘤与免疫的相互作用，适合肿瘤免疫机制、疫苗、免疫联合治疗等研究；CDX/PDX 若要做免疫相关研究，则需用 NSG 基础上重建人免疫系统的人源化小鼠；④ 临床相关性——同系模型的肿瘤是小鼠来源，与人肿瘤存在种属差异，药效结论需谨慎外推，这也是它不能完全替代 CDX/PDX 的原因。
表1 三类肿瘤来源模型对比（CDX/PDX/同系）
模型 | 肿瘤来源 | 宿主 | 免疫环境 | 周期与成本 | 主要用途 |
CDX | 人源肿瘤细胞系 | 免疫缺陷鼠 （裸鼠/NOD-SCID/NSG） | 免疫缺陷，无排斥干扰 | 周期短、成本低、成瘤率高 | 常规药效、剂量与机制初筛 |
PDX | 患者肿瘤组织 | 免疫缺陷鼠 （常用 NSG/NOG） | 免疫缺陷，保留肿瘤异质性 | 周期长、成本高、成瘤率波动大 | 临床相关性验证、药物敏感性预测 |
同系模型 (Syngeneic) | 鼠源肿瘤细胞系 | 免疫健全同系鼠（C57BL/6、BALB/c 等） | 免疫系统完整， 模拟肿瘤—免疫相互作用 | 周期短、成本低 | 免疫治疗与肿瘤免疫微环境研究 |
3、再选“宿主”：小鼠品系怎么定？
按“谁来当宿主”分：免疫缺陷小鼠的等级。裸鼠（T 细胞缺陷，最常用、性价比高）→ NOD-SCID（T、B 细胞缺陷）→ NSG/NOG（T、B、NK 细胞三重缺陷，免疫缺陷最彻底）。规律很简单：细胞越“娇气”、越难成瘤，需要的宿主免疫缺陷程度就越高；PDX 和人源肿瘤的免疫研究通常直接选 NSG（鼠源肿瘤的免疫研究则走同系模型，见上）。
表2 小鼠品系怎么选：四档速查
品系 | 免疫状态 | 适用场景 |
免疫健全鼠（C57BL/6、BALB/c） | 免疫完整 | 鼠源肿瘤细胞（B16、MC38、CT26、4T1 等）同系成瘤、免疫研究 |
裸鼠（nu/nu） | 低：T 细胞缺陷 | 常见人源细胞系常规成瘤与药效 |
NOD-SCID | 中：T、B 缺陷，NK 活性降低 | 难成瘤细胞系、部分PDX |
NSG/NOG | 高：T、B、NK 近乎全缺 | PDX、人源化免疫重建、免疫治疗研究 |
4、最后定“位置”：皮下还是原位？
肿瘤不是孤立的细胞团。它的生长、侵袭、转移，高度依赖周围的微环境——基质细胞、免疫细胞、血管、细胞外基质，以及器官特有的生物学信号。
皮下组织的微环境，和肝、肺、乳腺这些器官的微环境差异很大。这带来两个直接后果：
皮下模型的“失真”：皮下瘤通常边界清楚、极少自发转移，药效评价结果可能和临床有出入——因为真正决定临床疗效的“肿瘤—宿主对话”，在皮下并不完整。
原位模型的“还原”：原位接种后，肿瘤生长在天然的器官微环境里，能模拟局部浸润、血管生成甚至远处转移（骨、肝、肺、脑），药物响应也更接近临床。
有研究显示，移植部位对小鼠基质细胞（微环境一方）的基因表达影响很大，原位模型能更好地反映原生组织环境；而肿瘤细胞自身的转录特征在两种模型间相对保守。这不是说皮下模型没用——它在稳定性和可操作性上有不可替代的优势（见下表）。
举两个例子更好理解：乳腺癌细胞种到乳腺脂肪垫，能接触到脂肪组织分泌的激素和生长因子，模拟临床乳腺肿瘤的“土壤”；肝癌细胞种进肝脏，可利用肝脏丰富的血供和特殊的免疫微环境，更容易出现肝内播散甚至远处转移——而这些“剧情”，在皮下几乎不会上演。
5、一张表看懂：两种模型的核心差异
表3皮下成瘤与原位成瘤模型核心差异对比
对比维度 | 皮下成瘤 | 原位成瘤 |
操作难度 | 低，皮下注射即可 | 高，多数需外科/有创操作 |
成瘤稳定性 | 高，重复性好 | 相对低，个体差异大 |
肿瘤监测 | 游标卡尺直接测量 | 需活体成像/超声/MRI |
微环境还原度 | 低（皮下≠原发器官） | 高（与临床更接近） |
自发转移 | 罕见 | 可发生，可研究转移 |
药效预测价值 | 中，适合初步筛选 | 高，更适合转化验证 |
周期与成本 | 短、成本低 | 长、成本高 |
适合场景 | 药效初筛、剂量探索、机制验证 | 转移/微环境研究、关键结论的临床相关性验证 |
这张表可以压缩成一句话：皮下模型回答“药有没有效”，原位模型回答“药在真实环境里有没有效、肿瘤会不会跑”。前者是高效的筛选工具，后者是严谨的验证工具。
6、实操拆解：一次标准的成瘤实验怎么跑
无论选哪种模型，标准流程都绕不开五步：
第一步：细胞准备与接种。细胞状态是成瘤率的“命门”——选用对数生长期、活率90%以上的细胞，尽量去除死细胞碎片；接种量一般在10^5～10^7个细胞不等，成瘤能力弱的细胞可混入Matrigel基质胶辅助成瘤。
第二步：肿瘤生长监测。皮下模型用游标卡尺测量肿瘤长径（a）和短径（b），体积按 V=0.5×a×b² 计算；原位模型位置深，需借助活体成像（荧光素酶标记）、超声或MRI动态监测。
第三步：分组与给药干预。肿瘤体积长到50～150mm³（药效实验常用区间）时随机分组，注意各组瘤体积均值均衡后再开始给药。
第四步：取材与称重。剥离瘤体称重、拍照，计算抑瘤率；同时按伦理要求控制肿瘤负荷（小鼠肿瘤体积终末点一般不超过1500～2000mm³，或不超过体重的10%）。
第五步：病理与分子验证。HE染色看组织形态，Ki67看增殖，TUNEL看凋亡，免疫组化/免疫荧光定位蛋白表达，必要时叠加测序组学进一步挖掘机制。
再补充几个实操细节：
接种操作：细胞悬液与 Matrigel 按 1:1 在冰上混匀，全程保持冰浴防止基质胶提前凝固；皮下注射进针后先回抽一下，确认没扎进血管再推注；每只小鼠接种体积一般控制在 100~200μL。
监测频率：皮下瘤从接种第 7 天左右开始，每周 2~3 次用游标卡尺测长径和短径，同时记录体重；肿瘤体积超过 1000mm³ 后建议改为每日观察，一旦达到伦理终点（体积或状态指标）立即实施安乐死，不要“等瘤子长满”。
随机分组：待肿瘤体积长到 50～150mm³ 时，先按肿瘤体积从大到小分层，再在每层内随机分配，保证各组均值与离散度一致，避免“分组前就已经不齐”。
取材分装：剥离瘤体后先称重、拍照，再按下游检测需求分装：4% 多聚甲醛固定做病理（HE、IHC、IF），液氮速冻做蛋白和分子实验（WB、qPCR），RNA 保护液保存做测序——一次取材，把后面的检测路线都规划好。
表4取材分装与下游检测路线
样本用途 | 保存方式 | 可做的检测 |
肿瘤组织（固定） | 4% 多聚甲醛固定 | 病理检测：HE、IHC、IF 等 |
肿瘤组织（新鲜） | 液氮速冻，-80℃ 保存 | 蛋白与分子：WB、qPCR 等 |
肿瘤组织（RNA） | RNA 保护液保存 | 测序组学：转录组、单细胞等 |
血液 / 血清 | 室温静置离心取上清， 视检测目的来选择 | 生化免疫：ELISA、流式细胞术 |
其他器官组织 | 视检测目的选择固定或速冻 | 转移灶评估：病理与分子联合验证 |
7、常见误区：这三点最容易踩坑
误区一：“皮下成瘤的结果，就能代表临床疗效。”
这个判断有它成立的一面——皮下模型操作简单、数据稳定，适合大规模药物筛选。但它解释不了“肿瘤为什么转移”“药物为什么在临床上效果打折”。如果研究结论要往临床转化上靠，审稿人要求补做原位模型，是合理的。
误区二：“原位模型一定比皮下模型好。”
不是。原位模型对手术资质、影像设备、动物福利管理要求都高，个体差异也大。如果只是为了初筛几十个候选药物，用原位模型是“杀鸡用牛刀”，时间和成本都吃不消。
误区三：“瘤子长得慢、成瘤率低，就是细胞的问题。”
成瘤慢往往是多因素叠加：细胞代数过高、活率不够、接种量不足、免疫缺陷程度不够（裸鼠、NOD-SCID、NSG的免疫缺陷程度逐级加深）、基质胶用量不当。对成瘤难的人源细胞，NSG这类重度免疫缺陷小鼠的成瘤率和成瘤速度通常明显优于裸鼠。
误区四：“人源细胞随便找只小鼠就能种。”
普通免疫健全小鼠会直接排斥人源细胞，根本长不起来。人源细胞必须种进免疫缺陷小鼠，且免疫缺陷程度要和细胞成瘤能力匹配——这也是“瘤子种不出来”最容易被忽略的原因之一。
8、以后怎么选？给你一套判断框架
以后遇到成瘤实验，先问自己三个问题：
第一，我的研究终点是什么？主要看药效、剂量、机制→皮下起步；要看转移、侵袭、微环境、免疫治疗响应→原位优先。
第二，我的预算和平台条件允许吗？皮下成本低、出数据快；原位需要手术能力和影像监测，成本显著更高。
第三，我的结论要往哪走？如果文章结论可能被要求“临床相关性验证”，建议皮下先筛、关键结论用原位补强。
一句话总结：皮下模型是“广撒网”的效率工具，原位模型是“精验证”的还原工具。两者不是替代关系，而是递进关系。
一条推荐的实操路径：多数课题可以这样走——先用皮下模型完成药效初筛、剂量探索和初步机制验证（快、便宜、数据稳定）；拿到关键结论后，再用原位模型做“临床相关性补强”，回应审稿人关于转化价值的质疑；如果课题核心就是转移、侵袭或微环境，那就直接上原位模型，别绕路。
表5按研究目的选模型速查
研究目的 | 推荐模型 | 理由 |
常规药效、剂量与机制初筛 | 皮下模型 | 稳定可控、出瘤快、成本低 |
转移、侵袭与微环境研究 | 原位模型 | 还原器官微环境，模拟浸润与转移 |
免疫治疗响应（ICI、CAR-T） | 人源化小鼠（NSG 背景） | 需要人免疫系统参与 |
结论需要临床相关性验证 | 皮下先筛 + 原位补强 | 兼顾效率与说服力 |
9、成瘤实验高频问题避坑清单
把问得最多的问题集中回答一遍：
Q1：成瘤率低、瘤子迟迟不长，怎么办？按顺序排查：细胞代数是否过高、活率是否达标、接种量是否足够、宿主免疫缺陷程度是否匹配、有没有加基质胶、接种部位是否规范。实在不行，换 NSG 鼠或改用组织块接种（PDX 方式），往往能救回来。
Q2：瘤子长得太快、快破溃了怎么办？说明接种量或生长速度超出预期。要控制接种细胞量、加密监测频率，达到伦理终点及时终止实验——肿瘤过大不仅违反动物福利，还会因坏死影响病理和分子数据质量。
Q3：原位手术小鼠死亡多，怎么降低？术前充分麻醉和镇痛、术中严格无菌操作、术后保温并单笼护理。小动物显微手术的熟练度直接决定存活率，这也是原位模型对平台技术要求高的原因。
Q4：皮下瘤长得好好的，突然变小了？先排除测量误差；再看是否肿瘤坏死吸收；少数情况下是免疫缺陷鼠残存的免疫压力抑制了肿瘤生长，可考虑换免疫缺陷程度更高的品系。
Q5：药效实验的分组怎么设才算规范？常规至少包括：模型组（造模不给药）、溶剂对照组（给载体，排除溶剂影响）、阳性药对照组（验证体系灵敏度）、以及不同剂量的给药组，组间才能归因“是药起效，还是实验系统的问题”。
总结
肿瘤模型的“孵化场”选对了，后面的药效、机制、转化研究才站得住脚。这也是为什么，一个负责任的科研服务平台，会先问清楚你的科学问题，再帮你定模型——而不是上来就报一个“标准套餐”。
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